进行转录因子(蛋白)与DNA互作的SPR(表面等离子体共振)分析,通常有两种经典的实验策略。在开始实验前,你需要先明确一个核心概念:SPR实验中,“配体(Ligand)”是固定在芯片表面的分子,而“分析物(Analyte)”是流过芯片表面的分子。
方案一:DNA固定法(常用,推荐)
(配体:生物素化DNA;分析物:转录因子蛋白)
这种方法将DNA固定在链霉亲和素(SA)芯片上,让转录因子蛋白流过。由于DNA分子量小,固定后能提供较大的结合空间,且生物素-链霉亲和素的结合极其稳定,是目前研究蛋白-DNA互作的主流方案。
1. 实验准备
芯片选择:SA(链霉亲和素)芯片。
配体(DNA)准备:合成带有生物素(Biotin)修饰的双链DNA(通常是包含转录因子结合位点的启动子或增强子序列)。
分析物(蛋白)准备:纯化并带有标签(如His-tag)的转录因子蛋白。使用运行缓冲液(如HBS缓冲液:10 mM HEPES pH 7.4, 150
mM NaCl, 3 mM EDTA, 0.005% P20)将蛋白进行倍比梯度稀释(通常需要设置6-8个浓度梯度,并确保z高浓度能接近结合饱和)。
2. 实验步骤
芯片预处理:使用仪器自带的预处理程序,用含有50 mM NaOH和1 M NaCl的溶液冲洗SA芯片表面,去除非特异性吸附的链霉亲和素。
DNA固定(配体 immobilization):将生物素化的DNA稀释在运行缓冲液中,以较低的流速(如10
μL/min)注入,使其结合到SA芯片表面。根据蛋白分子量和预计的亲和力,将DNA的固定量控制在较低水平(通常在50-100
RU左右),以避免质量传输限制效应。
基线平衡:用运行缓冲液持续冲洗芯片,直到基线完全平稳。
蛋白结合测试(Analyte Injection):将不同浓度的转录因子蛋白按从低到高的顺序,以恒定流速(如30
μL/min)依次流过芯片表面。记录结合(Association)和解离(Dissociation)的实时曲线。
芯片再生(Regeneration):每次蛋白进样结束后,注入再生缓冲液(如1 M
NaCl,或温和的酸性/碱性溶液)将紧密结合的蛋白洗脱下来,使芯片表面恢复到初始状态,以便进行下一次进样。
方案二:蛋白固定法
(配体:转录因子蛋白;分析物:DNA)
这种方法将转录因子蛋白固定在芯片上,让DNA片段流过。适用于DNA分子量较大,或者蛋白更容易稳定固定的情况。
1. 实验准备
芯片选择:CM5(羧基葡聚糖)芯片。
配体(蛋白)准备:纯化的转录因子蛋白。
分析物(DNA)准备:包含结合位点的双链DNA,用运行缓冲液进行梯度稀释。
2. 实验步骤
芯片活化:使用EDC/NHS试剂活化CM5芯片表面的羧基,使其转变为活泼酯。
蛋白固定(配体 immobilization):将转录因子蛋白溶解在偏酸性的偶联缓冲液(如pH
4.5-5.5的乙酸钠缓冲液)中,注入活化的芯片表面,通过氨基偶联共价固定在芯片上。
封闭:注入乙醇胺(Ethanolamine)封闭芯片表面未反应的活泼酯,防止后续非特异性吸附。
基线平衡与DNA结合测试:用运行缓冲液平衡基线后,将不同浓度的DNA作为分析物依次流过芯片,记录结合与解离信号。
芯片再生:使用再生缓冲液洗脱DNA,恢复芯片表面。
数据分析与关键注意事项
1. 数据分析
数据扣除:使用SPR分析软件,将实验通道的信号减去参比通道(未固定DNA或蛋白的通道)的信号,以扣除非特异性结合和系统误差。
模型拟合:
如果蛋白与DNA的结合表现为快结合、快解离,通常选择“Steady State
Affinity”(稳态亲和力)模型进行拟合,直接得出平衡解离常数(KD)。
如果结合和解离过程较慢且明显,可以使用“1:1 Langmuir”结合模型,拟合出结合速率(ka)、解离速率(kd)以及z终的亲和力(KD = kd
/ ka)。
2. 关键注意事项
DNA固定量的控制:在方案一中,如果通过自动化程序固定DNA,当设定的目标固定量较小时,仪器前处理(NaOH/NaCl)可能会导致基线漂移,从而使实际固定量偏高。如果自动化固定未达预期,建议使用手动进样(Manual
Run)模式进行补加。
浓度梯度的设置:为了获得准确的KD值,分析物(蛋白或DNA)的浓度梯度设置至关重要。z高浓度应能观察到明显的结合饱和趋势,否则拟合出的z大响应值(Rmax)和KD值可能不准确。
非特异性结合:当分析物浓度较高时,需密切观察参比通道的信号。如果参比通道也出现明显的信号上升,说明存在非特异性吸附,此时需要在缓冲液中添加适量的表面活性剂(如Tween-20)或提高盐浓度来优化。
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